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GPR120是骨关节炎发展中的重要炎症调节剂

国际前沿|来源:BMC|作者:Yuanfeng Chen 评论(0)
Yuanfeng Chen †,Dan Zhang †,Ki Wai Ho †,Sien Lin,Wade Chun-Wai Suen,张天天,查振刚,李刚,Po Sing Leung
†同等贡献
关节炎研究与治疗 2018 20:163

抽象
背景
这项研究的目的是调查G蛋白偶联受体120(GPR120)在骨关节炎(OA)的发展和进展中的调节作用。

方法
GPR120敲除(KO)和野生型(WT)小鼠用于通过前十字韧带横断(ACLT)手术创建OA的动物模型。通过组织学检查,微计算机断层扫描和酶联免疫吸附测定(ELISA)对OA的严重程度进行分级和评估。通过特异性炎症标志物进一步评估GPR120激动剂二十二碳六烯酸(DHA)对人软骨细胞的抗炎作用。此外,通过组织学测定确定皮肤缺损模型的愈合进展。

结果
在ACLT后,GPR120-KO小鼠显示出OA的加速发展。与WT小鼠相比,KO小鼠的OA早期阶段的继发性炎症,软骨退化和软骨下骨异常变化显着升高。此外,我们发现与对照组相比,OA患者的GPR120水平下调,而DHA的GPR120活化在体外原代人软骨细胞中表现出抗炎作用。此外,皮肤缺损模型的结果显示,DHA的GPR120激动增强了小鼠的伤口修复,如CD68 +细胞数量的下调所示。

结论
我们的研究表明GPR120是OA发展过程中的重要炎症介质,并且它是诊断高危OA患者的潜在标志物。

关键词
G蛋白偶联受体
多不饱和脂肪酸
促炎介质
软骨
软骨下骨
皮肤缺陷
诊断标记
背景
骨关节炎(OA)是导致身体残疾的主要原因之一,并影响了近80%的美国75岁以上的人[ 1 ]。目前的药理学治疗主要针对症状控制水平,其对疾病进展的效果较差。更好地理解OA的发病机制对于新型治疗剂的设计和开发是至关重要的。肥胖是OA的主要危险因素之一,但其所涉及的潜在机制尚未确定[ 2 ]。据信,关节重量增加的负荷增加可归因于肥胖加速的OA; 然而,单独的机械因素并不能解释非负重关节中OA的发生率较高[ 3]]。有趣的是,之前的研究表明,当食用标准或低脂肪饮食时,病态肥胖的小鼠不会发生OA [ 4 ]。这些发现表明,其他因素而不是肥胖或体重有助于肥胖中的OA,例如脂质代谢稳态或脂肪因子的循环水平。

据报道,肥胖相关的氧化应激诱导脂肪细胞的脂肪分解,从而增加游离脂肪酸(FAs)的循环水平[ 5 ]。循环的FA可以作为代谢信号传导的促炎或抗炎分子; 例如,饱和的FAs可以激活巨噬细胞分泌肿瘤坏死因子(TNF)-α和白细胞介素(IL)-1,从而激活促炎途径[ 5 ]。在这方面,(PUFA)ω-6多不饱和的FA的衍生物参与关节疼痛[ 6,7 ],而ω-3的FA被报告,以减少对一个低脂肪饮食的动物自发OA [ 8]。通常,通过结合其受体,ω-3 PUFA产生抗炎性氧化脂质如保护素和resolvins,而ω-6 PUFA产生促炎性氧化脂,包括许多前列腺素和白三烯[ 9 ]。此外,据报道,软骨表面覆盖着一层磷脂,在关节加载过程中作为边界润滑剂[ 10 ]。因此,由于损伤或脂质代谢异常导致的润滑层成分的变化可能会影响关节功能,并可能导致OA的发作[ 11]]。这些发现意味着游离的FAs或代谢因子在关节退变过程中起着相对直接的作用,但ω-3FAs及其受体在OA发展中的调节作用仍有待进一步研究。

G蛋白偶联受体120(GPR120),或游离脂肪酸受体4(FFA4),已知与ω-3结合并且经由生理活性级联稳定代谢平衡[ 12,13 ]。GPR120及其激动剂如二十二碳六烯酸(DHA)的激活对胰腺β细胞分泌和存活具有促胰岛素作用,具有肥胖相关的2型糖尿病的治疗潜力[ 14 ]。事实上,GPR120刺激通过抑制炎症反应,调节胃肠道和胰腺的激素分泌,以及调节脂肪,肝脏和肌肉组织中的脂质和/或葡萄糖代谢来提供对肥胖和糖尿病的保护[ 15]。]。然而,GPR120是否在OA中起作用仍然是未知的。本研究的目的是研究GPR120在OA发展中的作用,以及它是否可能成为诊断高风险OA患者的潜在标志物。

方法
GPR120敲除小鼠
GPR120全球敲除(KO)小鼠(Ffar4 tm1(KOMP)Vlcg,http://velocigene.com/komp/detail/15078)由Knockout Mice Project(KOMP)Repository(UCSD,CA,USA)生产。以前报道[ 16 ]。简言之,将靶向载体通过连接5'的片段和3'同源重组臂和用于所述片段构建lacZ- ployA-loxP的hUbCpro- 新ř-ployA-loxP卡带。将靶向载体导入C57BL / 6胚胎干细胞,其中原始DNA被同源重组取代。小鼠GPR120的编码区由三个外显子组成,外显子1-3。外显子1和3的主要部分以及整个外显子2用上述盒替换。使用由KOMP提供的杂合GPR120 KO小鼠精子,我们通过进行体外受精建立GPR120 KO小鼠。我们的实验程序已获香港中文大学动物实验伦理委员会批准(参考文件13/044 / GRF-5)。

基因分型
将最后3-5mm的小鼠尾巴用100μl50mMNaOH在95℃的水浴中消化约25分钟,然后离心以除去细胞碎片。使用1μl基因组DNA进行实时聚合酶链式反应(RT-PCR)分析以确定标签基因Neomycinresistance(Neo r)和GPR120的表达。用于基因分型的引物列于附加文件  1中。

临床样本采集
该研究经香港中央大学 - 新界东集群临床研究伦理委员会(道德批准代码CRE-2013.248)或广州中医药大学第一附属医院临床研究伦理委员会批准(道德批准代码YJ- 2015.034)并从每个捐赠者处获得知情同意书。临床标本(软骨或脂肪组织)来自OA全膝关节置换术患者(n = 10; 七个女人和三个男人; 年龄62.3±4.5岁,范围45-72岁),香港中文大学威尔斯亲王医院。对照组的临床标本采自广州中医药大学第一附属医院骨折手术期间无骨关节炎骨折患者(n  = 9; 5名女性和4名男性;年龄58.8±3.6岁,范围32-77岁)。

动物模型
在该研究中使用雄性GPR120-KO小鼠或12周龄且体重20-25g的野生型(WT)小鼠(参考文献13/044 / GRF-5)。使动物在24-26℃的温度和70%的湿度下适应当地的动物饲养条件,在无特定病原体(SPF)条件下在小鼠房中自由获取水和沉淀的商业饮食。对于OA模型,WT或KO小鼠用于OA和对照组(n  = 10)。在OA组中,小鼠的右膝关节接受前交叉韧带和内侧副韧带横断(ACLT)手术,如前所述[ 17 ]。假手术组(n = 10),仅切除右膝关节的皮肤。在手术后6周收集样品。在手术后4周和6周,随机选择每组的WT和KO小鼠并杀死以收集血清和右膝关节样品。

对于皮肤缺损模型(参考文献17-145-ITF),在每组中使用WT或KO小鼠(n  = 5)。首先使用4mm皮肤活检穿孔器冲击小鼠的背外侧皮肤,然后将小鼠分成二十二碳六烯酸(DHA; Cayman Chemical,USA)和对照组。在DHA组中,通过管饲法给小鼠每天用180μlDHA(7mg / ml)治疗; 在对照组中,通过管饲法给予小鼠磷酸盐缓冲盐水(PBS)。连续8天拍摄伤口照片,并使用ImageJ软件(National Institutes of Health,Bethesda,MD)估计伤口大小。在第8天处死所有小鼠并收集皮肤样品。

细胞实验
在该研究中分析了在全膝关节置换手术期间从患者收集的非纤维化软骨样品(OARSI评分0-3)。将软骨组织洗涤并切碎成片,然后依次用0.25%胰蛋白酶(Life,USA)消化20分钟和0.2%(2mg / ml)II型胶原酶(Sigma,USA)在37℃消化24小时。离心后,除去上清液,将软骨细胞培养在α最小必需培养基(α-MEM)+ 10%胎牛血清(FBS)(均来自Invitrogen Corp.,Carlsbad,CA,USA)中。通过胶原蛋白II免疫染色鉴定细胞类型。

对于TNF-α+ DHA组的炎症诱导研究,将第2代至第3代的软骨细胞接种于24孔板(5×10 4细胞/孔)的无血清Dulbecco改良Eagle培养基(DMEM)中并进行处理用50ng / ml TNF-α(Sigma,USA)和10μg/ ml DHA(Cayman Chemical,USA)。对于TNF-α组,用50ng / ml TNF-α处理细胞; TNF-α和DHA均未应用于对照组的细胞。孵育24小时后收获细胞。

趋化因子(CC基序)配体2(中Ccl2)的基因表达水平,环氧合酶2(COX-2),IL-1β,基质金属蛋白酶(MMP)-13,和甘油醛-3-磷酸脱氢酶(GAPDH),用于通过TNF-α诱导的软骨细胞使用RT-PCR测定。引物序列列于附加文件  2中。

酶联免疫吸附测定(ELISA)测量
对于人临床样品,从OA患者组和非OA患者对照组收集(1×1cm 3)脂肪组织。将样品称重,机械均化并用液氮研磨成粉末,然后用冰冷的组织蛋白质提取试剂(Life Technologies,Pleasanton,CA,USA)处理。然后将样品离心并使用GPR120ELISA检测试剂盒根据制造商建议的方案(Fine Test,China)进行测试。

对于来自OA模型的动物样品,在处死小鼠后立即通过心脏穿刺收集1ml血液样品。然后将血液样品离心,并根据制造商(Dakewe,China)建议的方案使用TNF-αELISA试剂盒测试TNF-α水平。

微计算机断层扫描(μCT)评估
来自OA模型的小鼠的右膝关节在10%福尔马林中固定过夜。然后使用高分辨率μCT扫描(μCT40,Scanco Medical,Basserdorf,Switzerland)分析样品。使用全局阈值(216mg羟基磷灰石/ cm 3)进行矿化组织的三维(3D)重建,并使用高斯滤波器(sigma = 0.8,支持度= 2)进行噪声抑制。使用100个胫骨软骨下骨的矢状图像进行3D组织形态学分析。分析骨矿物质密度(BMD),骨体积/总组织体积(BV / TV),小梁厚度(Tb.Th)和结构模型指数(SMI)作为3D结构参数。

组织学和免疫化学检查
小鼠组织样本包括来自GPR120 KO小鼠的结肠组织,从OA模型收集的右膝关节,来自皮肤缺损模型的背部皮肤和人软骨细胞在10%福尔马林中固定,而膝关节另外用10%乙二胺四乙酸(EDTA)在石蜡包埋前脱钙14天。将冷冻样品包埋在最佳切割温度(OCT)化合物(Sakura Finetek,Zoeterwoude,荷兰)中,然后切成5μm厚的皮肤和右膝关节样品,6μm厚的结肠样品在矢状面位置切成小块。 Safranin-O /快速绿色,苏木精和曙红(H&E),以及免疫荧光染色。

对于免疫荧光染色,将结肠组织和人软骨细胞分别与鸡抗-β半乳糖苷酶(Abcam,1:100,ab9361)和兔抗胶原蛋白II(Abcam,1:300,ab34712)的一抗孵育过夜。 4°C。加入与荧光山羊抗鸡或山羊抗兔CY3(Life Technologies,Pleasanton,CA,USA; 1:800)缀合的二抗,并将载玻片在室温下在黑暗中温育1小时。所选区域的照片在显微镜下拍摄。

使用标准协议如先前报道[进行免疫染色18,19 ]。我们将这些切片与兔MMP13(Abcam,1:50,ab3208)和X型胶原蛋白(Abcam,1:80,ab58632),Osterix(Abcam,1:600,ab22552)和CD68(Boster,1:1)的一抗孵育。 100,BA2966)在4℃下过夜。对于免疫组织化学染色,随后使用检测系统(Dako,Carpinteria,CA,USA)中的辣根过氧化物酶 - 链霉抗生物素蛋白,然后用苏木精复染。所选区域的照片在光学显微镜下拍摄。我们计算阳性染色细胞的数量,并在每个样本的感兴趣区域中的三个随机选择的切片中重复三次,并统计分析细胞数。

统计分析
根据ARRIVE指南[ 20 ],我们已经报告了精度和n的度量,以提供重要性的指示。所有统计分析均使用统计软件SPSS 15.0进行。通过单因素方差分析(ANOVA)分析数据,除了通过双向ANOVA测试的伤口愈合分析数据。数据报告为平均值和95%置信区间(CI)。使用GraphPad Prism 6(GraphPad Software,San Diego,CA,USA)生成图。

结果
验证GPR120-KO小鼠
基因分型结果显示,只有WT小鼠在基因组DNA(图  1a)或mRNA水平(图  1b,c)中显示GPR120的表达,而在GPR120-KO小鼠中未检测到这种表达。β-半乳糖苷酶活性是GPR120的替代物,并且免疫荧光染色也显示β-半乳糖苷酶阳性细胞(红色)可以在KO小鼠的结肠组织中发现,而在WT小鼠中不存在(图  1d)。这些结果表明成功产生了GPR120基因的敲除。此外,还发现KO和WT小鼠的体重变化没有统计学差异(平均33.97,95%CI 28.97-38.98 g,相对于30.99,95%CI 29.41-32.56 g; n  = 10 ; p  > 0.05)(图 1e)。总之,这些结果提供了成功建立GPR120 KO小鼠的证据。
图。1

通过手术诱导的OA加速GPR120-KO小鼠的软骨退化
Safranin-O /快速绿染色显示KO小鼠膝关节样本与术后4周WT小鼠相比具有明显更多的退行性特征,而OA手术后6周两组软骨损伤明显。在假手术组中未观察到异常软骨(图  2a)。基于OARSI组织学分级系统,得分表明KO小鼠显示出 比WT小鼠更严重的软骨退化(16.5,95%CI 15.02-17.98; n = 10)(6.9,95%CI 5.441-8.358; n  = 10; p 术后4周,KO和WT小鼠术后6周软骨损伤明显加重(分别为19.52,95%CI 16.32-22.72和19.38,95%CI 17.49-21.27; n  = 10) ; p  > 0.05)。对于假手术组,KO和WT小鼠均显示出最小的软骨损伤(0.6,95%CI 0.2306-0.9694,分别为0.6,95%CI 0.23-0.97; n  = 10; p  > 0.05)(图  2a和附加)文件  3)。此外,KO小鼠中X型胶原(ColX)阳性软骨细胞和MMP13 +软骨细胞的百分比均较高(分别为46.2,95%CI 39.35-53.04和50.19,95%CI 46.11-54.28; n = 5; p  <0.01)比WT小鼠( 手术后4周分别为32.70,95%CI 27.66-37.74和32.92,95%CI 26.73-39.11; n = 5)(图  2b,c和附加文件  4A, B)。在假对照组中,KO和WT小鼠均显示ColX +软骨细胞的最低百分比(KO:25.96,95%CI 19.22-32.70; WT:27.51,95%CI 23.19-31.82; n  = 5)和MMP13 +软骨细胞(KO:23.88,95%CI 16.66-31.09; WT:25.95,95%CI 17.34-34.56; n  = 5)。ColX +的百分比最高(KO:57.46,95%CI 51.75-63.17; WT:52.86,95%CI 46.93-58.79; n  = 5)和MMP13 + 在术后6周,在KO和WT小鼠中均发现软骨细胞(KO:56.82,95%CI 52.23-61.41; WT:52.14,95%CI 46.86-57.41; n = 5)(图  2b,c和附加文件  4A) ,B)。
图2

外科诱导OA对GPR120-KO小鼠软骨下骨异常骨重建的加重作用
来自μCT的3D重建图像显示了所有组中小鼠软骨下骨的微结构(图  3a)。结果显示,在OA手术后4周,软骨下骨的异常骨形成在KO小鼠中显着更严重(BMD:481.5,95%CI 464.5-498.6 mg / cm 3,n  = 10; BV / TV: 0.5515,95%CI 0.5130-0.5901,n  = 10)比WT小鼠(BMD:429.5,95%CI 406.9-452.1 mg / cm 3,n  = 10,p  = 0.0256; BV / TV:0.4630,95%CI 0.4162-0.5097,n  = 10,p  = 0.0359)(图  3b,c)。术后6周,KO均异常骨形成严重(BMD:496.3,95%CI 461.9-532.1 mg / cm 3,n  = 10; BV / TV:0.5619,95%CI 0.5225-0.6014,n  = 10)和WT小鼠(BMD:498.4,95%CI 472.1-524.7mg / cm 3,n  = 10,p  = 0.7446; BV / TV:0.5913,95%CI 0.5441-0.6385,n  = 10,p  = 0.736) (图  3b,c)。在假对照组中,KO均异常骨形成(BMD:447.9,95%CI 429.0-466.8 mg / cm 3,n  = 10; BV / TV:0.4935,95%CI 0.4543-0.5326,n  = 10 )和WT小鼠(BMD:424.2,95%CI 407.2-441.1mg / cm3,n  = 10,p  = 0.22; BV / TV:0.4482,95%CI 0.3971-0.4992,n  = 10,p  = 0.3957)(图  3b,c)。
图3

KO小鼠的骨小梁厚度(Tb.Th.)(0.1505,95%CI 0.1436-0.1575 mm; n  = 10)高于WT小鼠(0.1292,95%CI 0.1219-0.1364 mm; n  = 10; p  = 0.0217)术后4周,术后6周Tb.Th达到WT和KO小鼠的最高水平(0.155,95%CI 0.1438-0.1662 mm,0.1676,95%CI 0.1616-0.1736 mm,分别为:n  = 10; p  > 0.05)(附加文件  4D)。Tb.Th. 来自假手术组的KO和WT小鼠最低(分别为0.1208,95%CI 0.1145-0.1272 mm和0.1108,95%CI 0.1016-0.1201 mm; n  = 10)(附加档案  4D))。此外,KO小鼠的SMI(-1.167,95%CI -1.846至-0.4884; n  = 10)显着低于WT小鼠(0.0036,95%CI-0.6356至0.6283; n  = 10; p  > 0.05)。在OA手术后4周,虽然没有发现统计学上显着的差异(附加文件  4E)。对于WT和KO小鼠,SMI处于最低水平(分别为-1.985,95%CI -3.073至-0.8975,-0.6783,95%CI -1.351至-0.005; n  = 10; p  > 0.05)术后数周; 在对照中,WT小鼠中的SMI为0.2041(95%CI -0.1689至0.5772),而在KO小鼠中,其为-0.054(95%CI -0.4845至0.375)。没有统计学上的显着差异(附加文件  4E)。

此外,用Osterix(一种骨祖细胞)进行的免疫组织化学染色结果显示,在OA手术后4周,KO小鼠软骨下骨髓中Osterix阳性细胞数量显着高于WT小鼠(KO:277.8,95%CI) 250.9-304.7; WT:151.2,95%CI 130.8-171.6; n  = 5,p  <0.001)(图  3d和附加文件  4C),而在术后6周,可观察到上调的Osterix阳性细胞数量。 KO和WT小鼠(KO:335.2,95%CI 293.3-377.1; WT:323.6,95%CI 285.3-361.9; n = 5)。对于KO和WT小鼠,在假对照组中仅发现少数Osterix阳性细胞(KO:112.6,95%CI 87.83-137.4; WT:115.4,95%CI 78.30-152.5; n  = 5)(图。  3D和附加文件  4C)。

外科诱导OA对GPR120-KO小鼠血浆TNF-α水平的上调作用
ELISA检测结果显示, 与WT小鼠相比,KO小鼠(18.04,95%CI 5.08-30.56 pg / ml; n = 5)的TNF-α水平显着升高(5.54,95 %CI 3.436-7.645 pg /  在OA手术后4周,ml; n  = 5; p = 0.022)(图  4a)。在手术后6周,TNF-α在KO(15.15,95%CI -1.347至31.65 pg / ml; n  = 5)和WT小鼠(12.62,95%CI 4.442-20.81 pg /)中均处于高水平。 ml; n  = 5)。假对照组在KO(6.3,95%CI -1.820至14.42 pg / ml; n  = 5)和WT小鼠(9.234,95%CI -1.162至19.63 pg / ml; n)中均显示出最低的TNF-α水平。 = 5)(图  4a)。
图4

下调OA患者GPR120的表达
ELISA用于分析在手术期间从OA或非OA患者收集的人临床样品。结果表明,与 非OA患者相比,OA患者的GPR120水平显着下调(470.5,95%CI 368.9-572.1 pg / ml; n = 10)(803.6,95%CI 700.2-907 pg / ml; n  = 9; p  = 0.0349)(图  4b)。

GPR120激活诱导人软骨细胞炎症因子表达的抑制
免疫荧光染色的结果显示原代人软骨细胞表达胶原蛋白II(软骨细胞标记物)(附加文件  5)。据报道,软骨细胞表达GPR120 [ 21 ],在本研究中,RT-PCR结果显示,GPR120激动剂DHA可诱导原代人软骨细胞的抗炎作用。TNF-α+ DHA组中促炎基因Ccl2,Cox2和IL-1β的mRNA表达水平(3.05,95%CI 1.305-4.79; 1.58,95%CI 0.8351-2.334; 72.93,95%CI -32.57分别为176.7; n  = 6)显着低于TNF-α组(15.26,95%CI 8.374-22.14; 3.1,95%CI 1.821-4.378; 277.01,95%CI 83.63-470.4; ; n  = 6; p <0.05)(图  5)。与此相一致,TNF-α+ DHA组(0.75,95%CI 0.415-1.087; n  = 6)比TNF-α组更显着地下调MMP13 mRNA水平(4.05,95%CI 0.9548-7.153; n  = 6; p  <0.05)(图  5)。
图5

GPR120激活诱导小鼠伤口修复的保护作用
经DHA处理的GPR120小鼠显示出具有增厚的上皮的显着改善的组织再生(附加文件  6A)。所有小鼠均表现出一定程度的再生,包括再上皮化和皮脂腺或毛囊的新形成,而仅DHA处理的小鼠显示出加速的伤口修复(附加文件  6B)。使用巨噬细胞标记物CD68评估炎性细胞向伤口边缘的浸润,并且DHA处理的小鼠中CD68阳性细胞的数量显着减少(146.5,95%CI 119.1-174; n  = 5)。对照小鼠(63.47,95%CI 38.84-88.09; n  = 5; p  <0.001)(附加文件  6C,D)。

讨论
该研究表明GPR120是OA和伤口愈合过程中重要的炎症调节因子。一些研究表明,ω-3多不饱和脂肪酸与其受体GPR120结合,产生抗炎性氧化脂质如保护素和甲状腺素,而ω-6多不饱和脂肪酸产生促炎性氧化脂,包括许多前列腺素和白三烯[ 9 ]。另外,据报道,软骨表面被一层磷脂覆盖[ 10 ]。由于损伤或脂质代谢异常导致该润滑层的任何组成变化可能对关节功能有影响并可能导致OA的发作[ 11]]。最近,一些研究已经表明,脂质代谢平衡OA [发育过程中起着软骨退变的重要作用22,23 ]。在我们的研究中,结果与先前的研究一致,表明在GPR120-KO条件下OA的早期阶段(即术后4周)软骨退化显着增加; 这些观察结果通过OARSI评分的增加和MMP13和COLX的表达(图  2和附加文件  3和4)显示,如Safranin O /快速绿色和免疫组织化学染色所证明的,相对于WT小鼠的变化。

软骨下骨的变化在OA进展的调节中起关键作用[ 24 ]。此外,骨髓病变与疼痛密切相关,这与预测OA中软骨损伤的严重程度有关[ 25 ]。体外研究先前已报道GPR120信号传导负面调节破骨细胞分化,存活和功能[ 26 ]。此外,还表明GPR120激活介导的细胞信号传导以剂量依赖的方式决定骨髓间充质干细胞(BMSCs)成骨和成脂分化的双潜能[ 27]]。鉴于骨髓间充质干细胞和破骨细胞在软骨下骨的骨重塑中起关键作用,这些先前的研究结果表明GPR120信号传导的激活对于骨稳态具有生理重要性。事实上,一些在体内的研究已经示出的ω-3-GPR120信令引线的该下调到在骨重塑或软骨下骨的骨赘形成异常OA [动物模型22,23 ]。有趣的是,我们还发现,与本研究中的WT小鼠相比,GPR120-KO小鼠的软骨下骨异常变化在OA的早期阶段(术后4周)特异性增加(图  3和附加文件  4)。

已知炎性细胞因子是OA [的关键调节19,28 - 30 ],而FA信号传导的活化具有OA和伤口愈合过程中的抗发炎的调节中起关键作用。例如,用ω-3 PUFA激活GPR120与OA的严重程度和伤口愈合面积呈负相关,而与脂联素正相关,脂联素是一种能够促进胰岛素致敏和引发巨噬细胞向M2抗炎的脂肪因子。表型[ 23,31,32 ]。更有趣的是,已经证明人体脂肪组织中巨噬细胞的浸润显着抑制GPR120的表达[ 33]]。鉴于这些发现,假定GPR120表达的下调可以破坏脂质代谢稳态,从而加剧炎症反应的水平并最终导致OA过程中的恶性循环并且将愈合,这是合理的。在与先前发现的证实中,我们的体外研究首次证明GPR120信号传导的激活抑制人软骨细胞中炎性因子的表达(图  5)。其次,我们的体内研究进一步证明,与WT小鼠相比,在OA的早期阶段(术后4周),GPR120-KO小鼠的继发性炎症水平显着增加(图  4a))。此外,我们的皮肤缺损模型表明,与DHA的GPR120激动可加速伤口修复并下调伤口的炎症水平,CD68 +巨噬细胞数量减少就证明了这一点(附加文件  6)。我们的研究结果与最近的一项研究一致,该研究报告说,萎缩伤口闭合和软骨再生可能具有共同的,可遗传的和OA相关的遗传特征[ 34 ]。

为OA开发新的治疗选择的主要障碍之一是缺乏有效和微创的方法来预测,诊断和监测其疾病进展。为了解决这个问题,最近已经做出相当大的努力来鉴定临床环境中的生物标志物。在这方面,生物标记了大量的研究已经集中在软骨基质蛋白,如胶原蛋白,蛋白聚糖,或软骨寡聚基质蛋白的释放,在血清和滑液[在35 - 37 ]。已经积累的证据表明,OA的发展不仅是由于软骨损伤,而且还是全身和局部关节内代谢因素,特别是炎症,它们似乎在关节退变中起关键作用[38, 39 ]。在附加到矩阵的降解产物,炎性细胞因子和脂质代谢因素因此可以是与疾病机制相关[OA的潜在生物标志物 40, 41 ]。为此,本研究中的一项新发现是发现OA患者的GPR120表达水平显着下调,而非OA患者则显着下调(图  4b)。

该研究的局限性在于每组中的小鼠数量相对较少。此OA模型还需要更多时间点来进一步评估GPR120对OA进展的影响。此外,我们收集了OA和非OA组进行临床标本测试,未在评估中应用Kellgren分级,这可能有助于我们了解不同阶段OA患者的GPR120水平。未来的研究应该考虑使用更大的样本量,在动物研究中设计多个时间点,并在评估中使用Kellgren分级来进一步剖析GPR120对OA进展的影响。

结论
总之,我们的数据表明GPR120通过显示GPR120下调能够中断代谢稳态而在代谢稳态中起重要作用。失调的代谢可能随后降低免疫调节能力并在受伤时引起更严重的免疫反应。此外,GPR120水平的评估可能会被用作高危OA患者的诊断标志物。这是首次报道GPR120下调是OA发病机制的高危因素,这些数据为开发新的微创方法(如脂肪组织活检)提供了科学依据。风险OA患者可以接受GPR120激动剂的补充作为OA的潜在预防和治疗方法。

笔记
陈元峰,张丹和基伟浩对这项工作做出了同样的贡献。

缩略语
3D: 
三维

 ACLT: 
前交叉韧带横断

 方差分析: 
方差分析

 BMD: 
骨密度

BMSC: 
骨髓间充质干细胞

 BV / TV: 
骨量/总组织体积

CCL2: 
趋化因子CC基序配体2

 CI: 
置信区间

 Col X: 
X型胶原蛋白

COX2: 
环氧合酶2

 DHA: 
二十二碳六烯酸

 ELISA: 
酶联免疫吸附测定

F A: 
脂肪酸

 GAPDH: 
甘油醛3-磷酸脱氢酶

 GPR120: 
G蛋白偶联受体120

KO: 
击倒

 IL: 
白细胞介素

 MMP: 
基质金属肽酶

 μCT: 
微计算机断层扫描

OA: 
骨性关节炎

 多不饱和脂肪酸: 
多不饱和脂肪酸

 RT-PCR: 
实时聚合酶链反应

SMI: 
结构模型索引

 Tb.Th: 
小梁厚度

 TNF: 
肿瘤坏死因子

 WT: 
野生型

声明
资金
这项工作部分得到了香港政府研究资助委员会,普通研究基金(14119115,14160917,9054014 N_CityU102 / 15和T13-402 / 17-N)的资助,国家自然科学基金(8143004981772322,81602360) ,81672224和81741045),香港创新科技委员会基金(ITS / UIM-305),中国广州省科技计划项目(2014Y2-00084),中国博士后科学基金(第61号基金)。本研究还得到了SMART程序,Lui Che Woo香港中文大学创新医学研究所的部分支持,并且由Lui Che Woo Foundation Limited捐赠的资源使研究成为可能。

同意出版
不适用。

附加文件

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